FISICOQUÍMICA BIOLÓGICA
Previaturas:
Para cursar:
se requiere curso aprobado de BioquímicaI I,
Física II, Fisicoquímica II y examen aprobado
de Matemática I, Física I, Biología
General y Química General.
Para rendir examen:
se requiere examen aprobado de Física II, Fisicoquímica
II y Bioquímica I.
Programa del curso teórico:
Introducción.
Doc. Ana Denicola
Estructura de macromoléculas biológicas.
Análisis conformacional y fuerzas que determinen su estructura:
Van der Waals, enlace de hidrógeno, enlace disulfuro,
interacciones electrostáticas, hidrofóbicas.
Doc. Gerardo Ferrer
Técnicas utilizadas en el estudio de caracterización
e identificación de macromoléculas biológicas
y su función.
I) Métodos espectroscópicos.
Espectroscopia de absorción UV-Visible. Análisis
espectroscópico de biopolímeros. Enlace
peptídico, bases nitrogenadas en el UV lejano.
Aminoácidos aromáticos en el UV cercano.
Factores que afectan la absorción.
Doc. Ana Denicola
Teórico-práctico:
asistencia obligatoria
Búsqueda de métodos espectrofotométricos
para la cuantificación de biomoléculas.
Doc. Ana Denicola
Espectroscopia infrarrojo. Espectro vibracional
de biopolímeros. Espectro Raman.
Doc. Gerardo Ferrer
Dicroísmo circular. Elipticidad. Aplicaciones
al estudio de polipéptidos y polinucleótidos.
Doc. Ana Denicola
Luminiscencia. Quimio y bioluminiscencia.
Doc. Edward Suárez
Fluorescencia. Espectros de absorción
y emisión. Propiedades de grupos fluorescentes
en biomoléculas. Fluorescencia intrínseca
y extrínseca. Influencia del medio en la emisión
de fluorescencia.
Doc. Ana Denicola.
Desactivación ("quenching")
de fluorescencia. Su aplicación al estudio conformacional
y sitios de unión en macromoléculas. Polarización
de fluorescencia.
Doc. Ana Denicola.
Resonancia magnética nuclear (RMN). Principios
generales. Corrimiento químico. Desdoblamiento spin-spin.
Determinación de estructura química. RMN de proteínas
y polinucleótidos. Sistemas biológicos.
Doc. Gerardo Ferrer
Difracción de rayos X. Principios generales.
La ecuación de Bragg. Propiedades de simetría
de los cristales. Patrones de difracción.
Doc. Álvaro Mombrú y Leopoldo Suescun.
Resonancia paramagnética electrónica
(EPR). Similitudes y diferencias con RMN. Condición
de resonancia. Desdoblamiento hiperfino. Estudios por
EPR de radicales libres. Complejos proteicos metálicos.
Doc. Gerardo Ferrer
II) Métodos
hidrodinámicos.
Velocidad de sedimentación ( centrifugación zonal).
Determinación del coeficiente de sedimentación
(s). Factores que afectan a s.
Doc. Ana Denicola
Ultracentrifugación analítica y
preparativa. Equilibrio de sedimentación (centrifugación
isopícnica).
Doc. Ana Denicola
III) Métodos
de separación.
Teoría de la cromatografía de reparto y
de adsorción. Cromatografía en papel, TLC,
gases, geles, HPLC. Cromatografía de intercambio
iónico, gel permeación, afinidad, hidrofóbica.
Doc. Gerardo Ferrer
Espectrometría de masa. Aplicaciones en
bioquímica.
Doc. Carlos Cerveñansky
Electroforesis. Teoría. De frente móvil,
zonal, continua. Electroforesis nativa y desnaturalizante, isoelectroenfoque,
bidimensional, capilar.
Unión de macromoléculas a ligandos.
Importancia de las interacciones con moléculas
pequeñas y otras macromoléculas. Equilibrio
con uno o varios sitios de unión (independientes
y dependientes). Gráficos tipo Scatchard.
Doc. Ana Denicola
Carga horaria:
3 clases de 1 hora y ½ por
semana (total: 34 horas y ½).
Programa del curso práctico:
Ciclo 1: Purificación de hemoglobina.
Purificación de glóbulos
rojos por gradiente de densidad.
Preparación de soluciones.
Cromatografía de intercambio iónico.
Espectros diferenciales de hemoglobina.
Electroforesis SDS-PAGE de las distintas fracciones. Discusión.
Ciclo 2: Fraccionamiento subcelular.
Fraccionamiento subcelular por centrifugación
diferencial.
Medidas de concentración proteica.
Análisis espectrofotométrico de las distintas
fracciones.
Ciclo 3: Fluorescencia.
Espectros de excitación y emisión
de distintos fluoróforos. Efecto de la polaridad
del solvente. Quenching de la fluorescencia de la albúmina
(nativa y desnaturalizada) por yoduro.
Unión de ANSA (ligando) a la albúmina (macromolécula).
Gráficos de Scatchard.
Carga horaria:
Los prácticos se realizan durante
3 semanas sucesivas de lunes a viernes 4 horas por día.
Se forman 3 grupos de estudiantes.
Docente responsable del curso:
Ana Denicola (Profesor
Agregado, Grado 4)
Ganancia del curso:
90% de asistencia a los prácticos
Informes prácticos aprobados
Evaluación positiva del desempeño del estudiante
en los prácticos por parte del docente a cargo.
Interrogatorio suficiente durante el ciclo práctico.
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